Les iPSC délivrés de manière exogène perturbent la réponse de réparation naturelle des MPC endogènes après une lésion osseuse

Rapports scientifiques volume 13, Numéro d'article : 9378 (2023) Citer cet article

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La promotion de la cicatrisation osseuse, y compris les pseudarthroses des fractures, est une cible prometteuse pour l'ingénierie du tissu osseux en raison du succès limité des méthodes de traitement clinique actuelles. Il y a eu des recherches importantes sur l'utilisation de cellules souches avec et sans échafaudages de biomatériaux pour traiter les fractures osseuses en raison de leurs capacités de régénération prometteuses. Cependant, les rôles relatifs des cellules souches exogènes et endogènes et leur contribution globale à la réparation des fractures in vivo ne sont pas bien compris. Le but de cette étude était de déterminer l'interaction entre les cellules souches exogènes et endogènes lors de la cicatrisation osseuse. Cette étude a été menée à l'aide d'un modèle standardisé de lésion osseuse de trou de bavure chez une souris traçant la lignée des cellules progénitrices mésenchymateuses (MPC) dans des conditions homéostatiques et ostéoporotiques normales. Les lésions des trous de bavure ont été traitées avec un biomatériau de collagène-I chargé avec et sans cellules souches pluripotentes induites marquées (iPSC). À l'aide du traçage de la lignée, les rôles des cellules souches exogènes et endogènes au cours de la cicatrisation osseuse ont été examinés. Il a été observé que le traitement avec les iPSC entraînait une guérison atténuée par rapport aux témoins non traités chez les souris intactes après la blessure. Lorsque les populations cellulaires ont été examinées histologiquement, les défauts de trou de bavure traités par iPSC ont présenté une réduction spectaculaire des MPC endogènes et de la prolifération cellulaire sur tout le site de la blessure. Cependant, lorsque les ovaires ont été retirés et qu'un phénotype de type ostéoporotique a été induit chez les souris, le traitement aux CSPi a entraîné une augmentation de la formation osseuse par rapport aux témoins non traités. En l'absence d'iPSC, les MPC endogènes ont démontré une capacité proliférative et ostéogénique robuste à entreprendre une réparation et ce comportement a été perturbé en présence d'iPSC qui ont plutôt pris un destin d'ostéoblaste mais avec peu de prolifération. Cette étude démontre clairement que les populations de cellules délivrées de manière exogène peuvent avoir un impact sur la fonction normale des populations endogènes souches/progénitrices au cours de la cascade de guérison normale. Ces interactions doivent être mieux comprises pour éclairer les thérapies cellulaires et biomatérielles pour traiter les fractures.

Tout au long de la vie, l'os se remodèle continuellement en réponse à la charge, aux changements métaboliques et aux dommages (tels que les fractures). Chez l'homme, les fractures des os longs guérissent généralement en 3 à 4 mois1. Les cellules souches/progénitrices squelettiques, telles que les cellules souches/progénitrices mésenchymateuses (MPC), jouent un rôle important dans la cicatrisation osseuse car elles ont la capacité de se différencier en de nombreux types de cellules impliquées dans la cascade de cicatrisation (par exemple, les chondrocytes, les ostéoblastes et les ostéocytes) ainsi qu'influencer la niche inflammatoire (immunomodulation) au cours du processus de réparation2.

Malgré la capacité intrinsèque de l'os à se régénérer après une blessure, il existe plusieurs cas dans lesquels l'os est incapable de guérir par lui-même et ces blessures peuvent persister en raison de divers facteurs tels que la mécanique instable des fractures ou des maladies telles que l'ostéoporose3. Dans ces cas, un défaut non réparateur appelé pseudarthrose de fracture peut survenir. Les pseudarthroses fracturées sont généralement caractérisées par une absence de cicatrisation en 6 à 8 mois, sans signes progressifs de cicatrisation4 et on estime que 100 000 fractures aboutissent à une pseudarthrose rien qu'aux États-Unis5. Par conséquent, favoriser la cicatrisation des pseudarthroses des fractures est une cible prometteuse pour l'ingénierie tissulaire osseuse en raison de l'incapacité du défaut à se régénérer, ainsi que de son incidence clinique relativement élevée.

En raison de leurs capacités de régénération prometteuses, des recherches importantes ont été menées sur l'utilisation de cellules souches exogènes (adultes et pluripotentes) avec et sans échafaudages de biomatériaux pour traiter les fractures osseuses6,7,8,9. Cependant, malgré le potentiel de la thérapie par cellules souches dans la réparation des fractures, il reste encore un manque de recherche sur l'interaction des cellules souches/progénitrices exogènes et endogènes pendant le processus de guérison des fractures. De plus, on ne sait pas encore par quels mécanismes les MPC endogènes contribuent à la cicatrisation des fractures ; il existe des preuves qu'ils se différencient et contribuent à la formation de nouveaux tissus10, ainsi qu'ils peuvent contribuer indirectement en libérant des facteurs de croissance/cytokines pour favoriser la cicatrisation6,10,11. Pour mieux comprendre les mécanismes cellulaires par lesquels l'os guérit, il est nécessaire de déterminer comment les populations de cellules souches/progénitrices exogènes et endogènes interagissent les unes avec les autres au cours de la guérison in vivo. Par conséquent, le but de cette étude était d'examiner l'interaction entre les cellules exogènes (cellules souches pluripotentes induites, iPSC) et les cellules endogènes (MPC) pendant la réparation des fractures afin de mieux comprendre ces mécanismes dans le but d'améliorer la cicatrisation des pseudarthroses des fractures.

Pour évaluer la cicatrisation, une lésion hautement reproductible du trou de bavure a été générée dans le tibia proximal7, 12, 13, 14, en conjonction avec un modèle murin de suivi de lignée (Hic1cre-ERT2: RosatdTomato) 15, 16, 17 dans lequel les MPC endogènes peuvent être identifiés après -blessure. Dans ce modèle de souris, les MPC endogènes sont marqués en permanence avec l'induction post-tamoxifène tdTomato15,16. Pour évaluer les cellules souches exogènes dans le processus de réparation, des iPSC étiquetés à la protéine fluorescente verte (GFP) intégrés dans un biomatériau de collagène-I ont été transplantés dans le site du défaut du trou de bavure. Les MPC endogènes et les iPSC exogènes pourraient ensuite être suivis simultanément pendant la cicatrisation des fractures avec les marqueurs fluorescents doubles. En plus de suivre ces cellules après la fracture, nous avons également utilisé un modèle ostéopénique/porotique (ovariectomie/OVX) pour mieux comprendre le rôle des populations de cellules souches exogènes et endogènes dans la cicatrisation osseuse sous homéostatique intact par rapport à non homéostatique ( maladies).

Toutes les études animales ont été réalisées conformément aux recommandations du Conseil canadien de protection des animaux. Le rapport de ces données dans le manuscrit suit les recommandations des lignes directrices ARRIVE. Le comité de protection des animaux des sciences de la santé de l'Université de Calgary a approuvé tous les protocoles d'animaux et les procédures chirurgicales utilisés dans cette étude (Ethics ID # AC16-0043).

Les embryons C57BL/6 (jour 12,5) ont été récoltés, rincés dans une solution saline tamponnée au phosphate de Dulbecco (DPBS) et macérés. Après traitement avec 0,25 % de trypsine, la suspension cellulaire résultante a été filtrée pour éliminer les débris et étalée dans du DMEM à haute teneur en glucose (Gibco), 10 % de FBS (Gibco), 1 × MEM No-Essential Amino Acids (Gibco), 50 unités/ml de pénicilline –Streptomycine (Gibco). Les fibroblastes embryonnaires de souris (MEF) résultants ont été expédiés par Applied Biological Materials Inc. (Richmond, BC) pour une reprogrammation cellulaire afin de produire des CSPi. Les MEF ont été transduits avec les lentivirus SFFV-OCT4, -SOX2 et -KLF4. Après une semaine, les colonies de type ESC ont été transférées dans des puits frais avec des mangeoires. Après deux passages sur des cellules nourricières, les CSPi de souris ont été expédiées à l'UCalgary. Pour incorporer la GFP dans le génome, CRISPR / Cas9 a été utilisé pour insérer un transgène de 6 kb dans le locus ROSA26 de la sphère de sécurité de la souris en utilisant la technique d'intégration ciblée indépendante de l'homologie (HITI) [136]. Pour chaque réaction de nucléofection, l'ADN CRISPR 10 μl de 916 ng/μl et l'ADN 10 μl de 719 ng/μl de construction d'ADN Cas9 mélangés à 28,98 μl de 414 ng/μl de construction GFP ont été utilisés pour les iPSC. Toutes les constructions d'ADN ont été dissoutes dans l'eau. Pour chaque réaction de nucléofection, des constructions avec trois millions d'iPSC ont été utilisées avec le kit de nucléofection (kit de nucléofector de souris, Lonza, Cat. No.VPH-1001) dans le programme A-023 conformément aux instructions du fabricant. Les iPSC nucléofectées ont été cultivées sur les plaques recouvertes de gélatine et de MEF avec le milieu ESC pendant deux jours. Ensuite, un FACS avec le marqueur SSEA1 a été réalisé. Les iPSC ont été digérés par voie enzymatique avec 0,25 % de trypsine pendant 5 min à 37 °C. Cellules individuelles lavées deux fois avec du DPBS froid et colorées avec du SSEA1-PE conjugué avec une concentration de 1 μg/ml (Santa cruz : sc-21702 PE) pendant 15 min. Les iPSC doublement positifs pour GFP et SSEA1 ont été triés dans des plaques à 96 puits recouvertes de gélatine, une cellule/puits. Les clones ont été séquencés pour déterminer le positionnement et l'orientation corrects du transgène dans le locus ROSA26. Pour valider les cellules restées en tant qu'iPSC fonctionnelles, des tests de tératome ont été entrepris dans lesquels 1.106 cellules ont été transplantées par voie sous-cutanée dans la zone dorsale de souris SCID-beige. Les échantillons ont été fixés, traités et inclus dans de la paraffine. Ils ont été sectionnés à une épaisseur de 10 μM et colorés avec du Safranin O.

Les iPSC murins ont été systématiquement cultivés sur des fibroblastes embryonnaires de souris (MEF) mitotiquement inactivés dans des flacons T25 (Fisher). Le milieu de culture consistait en un milieu Eagle modifié à haute teneur en glucose de Dulbecco (DMEM, Lonza) additionné de 1 % d'acides aminés non essentiels, 1 % d'anti-anti, 15 % de sérum bovin fœtal (FBS) et 0,1 mM de β-mercaptoéthanol (tous Invitrogen) . Afin de maintenir la pluripotence iPSC, le milieu de culture a été complété par 1000 U/ml de facteur inhibiteur de la leucémie (LIF). Les cellules ont été régulièrement repiquées après avoir atteint environ 80 % de confluence tous les trois à quatre jours et maintenues dans un incubateur humidifié avec 5 % de CO2 à 37 °C. Un passage avant que les cellules ne soient ajoutées à l'échafaudage de collagène, elles ont été cultivées sur des flacons recouverts de gélatine (0, 1%, Fisher) pour éliminer les MEF en excès.

L'échafaudage de collagène-I a été préparé selon des méthodes publiées précédemment7,14,18. Du collagène fibrillaire bovin I (3 mg/ml, PureCol, Advanced Biomatrix) a été polymérisé sous forme de gel 3D. En bref, une solution de collagène de type I à 80 % v/v de 3 mg/ml a été mélangée à une suspension iPSC de 1 million de cellules/ml et à 20 % v/v de phosphate de bêta-glycérol (βGP, Sigma Aldrich) dissous dans du Dulbecco modifié 5 x concentré. Milieu d'Eagle (DMEM)18. Par la suite, 15 % de FBS (Invitrogen), 1 % d'acides aminés non essentiels, 1 % d'Anti-Anti et 0,1 mM de β-mercaptoéthanol (tous Invitrogen) ont été ajoutés18. La construction collagène-I/iPSC a été distribuée dans une plaque 96 puits avec un volume de 100 µl par puits. L'échafaudage polymérisé a été placé dans un incubateur à 37 ° C et 5 % de CO2 pour se différencier pendant 5 jours avant l'implantation in vivo dans le modèle animal. Pour le contrôle d'échafaudage au collagène uniquement, le protocole ci-dessus a également été effectué, cependant, les CSPi n'ont pas été ajoutés. Un aperçu général du processus est présenté dans la Fig. S1 supplémentaire.

Les échafaudages de collagène-I avec CSPi ont été collectés à des moments : 0, 1, 3, 5, 8, 11, 13, 15, 18 et 21 jours après l'ensemencement. Du Trizol (Invitrogen) a été ajouté et une aiguille de calibre 26 1/2 a été utilisée pour lyser la matrice collagène/cellule dans le Trizol. L'ARN a été isolé en utilisant le protocole recommandé par le fabricant. L'ADNc a été préparé à l'aide du kit de transcription inverse d'ADNc haute capacité (ThermoFisher). La RT-PCR a été réalisée sur un ABI QuantStudio 6 en utilisant à nouveau les sondes Sp7 (Mm04209856_m1) et Bglap (Mm03413826_mH), Ibsp (Mm00492555_m1), Sox9 (Mm00448840_m1), Col2a1 (Mm01309565_m1), Oct4 (Mm03053 917_g1), Nanog (Mm02019550_s1) avec 18S ( Mm03928990_g1) comme contrôle d'entretien.

Les cellules ont été dissociées en suspensions unicellulaires avec un traitement à la collagénase I et soumises à une cytométrie en flux à l'aide d'un logiciel Attune NXT et FlowJo pour analyse. Au moins dix mille événements ont été enregistrés par échantillon, et l'analyse des cellules entières a été effectuée à l'aide de grilles de dispersion appropriées pour éviter les débris cellulaires et les agrégats. Les cellules ont été colorées en utilisant le kit Annexin-PI (ThermoFisher) en suivant les instructions du fabricant.

Les souris traçant la lignée MPC (Hic1cre-ERT2:ROSAtdTomato) sur fond C57BL/6 ont été fournies par le Dr T. Michael Underhill (Université de la Colombie-Britannique). Des mâles et des femelles âgés de 8 à 12 semaines ont été utilisés dans cette étude. La conception expérimentale de la lésion osseuse chez les souris intactes et ovariectomie (OVX) est décrite dans la Fig. S2 supplémentaire.

Dans ce modèle de souris, les MPC endogènes ont été marqués en permanence avec l'induction post-tamoxifène tdTomato. Les souris ont été anesthésiées et ont reçu des injections intrapéritonéales de l'isomère actif du tamoxifène ((Z)-4-hydroxytamoxifène, Sigma) dissous dans de l'huile de tournesol stérilisée. Les souris ont reçu une injection de 100 μl de solution de tamoxifène (100 mg/kg) une fois par jour pendant 4 jours, suivie d'une période d'attente d'une semaine pour permettre la recombinaison.

Une semaine après la dernière injection de tamoxifène, une blessure par trou de bavure (taille non critique) a été pratiquée. La blessure du trou de bavure a été réalisée en suivant les procédures précédemment décrites par Taiani et al.12,13,19, qui ont été modifiées à partir de méthodes précédemment publiées par Uusitalo et al.20 Les souris ont été anesthésiées avec de l'isoflurane vétérinaire et 0,1 ml de buprénorphine a été administré par voie sous-cutanée avant à la chirurgie. Un microforet à grande vitesse (Fine Science Tools) a été utilisé pour percer un trou de 0,7 mm de diamètre dans la cavité médullaire (sans endommager le côté opposé) de la métaphyse du tibia proximal19.

Dans le modèle de fracture homéostatique, les souris ont été divisées en trois groupes : contrôle non traité, construction vide de collagène I et collagène I + iPSC. Immédiatement après la blessure par le trou de bavure, la peau des souris témoins non traitées a été agrafée pour fermer le site d'incision. Pour les souris vides traitées au collagène I et au collagène I + iPSC, 100 µl de gel avec (100 000 iPSC par souris) ou sans cellules ont été implantés dans le défaut du trou de bavure. Le site d'incision a ensuite été fermé avec des agrafes et les souris ont été remises dans leurs cages et autorisées à supporter leur poids immédiatement après la chirurgie.

Semblable à la conception expérimentale du modèle de guérison de fracture homéostatique, Hic1cre-ERT2:ROSAtdTomato a reçu des injections intrapéritonéales de tamoxifène une fois par jour pendant 4 jours. Une semaine après la dernière injection de tamoxifène, les souris ont subi une chirurgie OVX. En bref, les souris ont été anesthésiées et ont reçu 0,1 ml de buprénorphine avant la chirurgie. Les deux ovaires ont été localisés et excisés. Une semaine après la chirurgie OVX, une chirurgie du trou de bavure a été réalisée. Les souris OVX ont été divisées en trois groupes : témoin non traité OVX, construction de collagène vide OVX I et OVX et collagène I + iPSC.

Les tibias ont été décalcifiés, traités et inclus dans de la cire de paraffine et sectionnés à 10 μm. Une coloration safranine-O/vert rapide et une immunofluorescence ont été réalisées. Les marqueurs spécifiques utilisés étaient : TdTomato, GFP, Anti-Mo/Rt Ki-67 eFluor 660 Clone SolA15 (Invitrogen, Ki67), Bone sialoprotein (BSP) Clone WVID1(9C5) (Developmental Studies Hybridoma Bank). Les lames ont été traitées avec le support de montage EverBrite™ Hardset avec DAPI (Biotium) et imagées à l'aide du microscope Zeiss Axioscan.

Pour l'analyse quantitative, la zone d'intérêt a été acquise sous forme d'images numériques en niveaux de gris. Les cellules d'un phénotype donné ont été identifiées et quantifiées à l'aide du logiciel TissueQuest (TissueGnostics), avec des valeurs seuil déterminées par rapport aux contrôles négatifs (contrôles non colorés et secondaires seuls). Le déclenchement et la quantification des cellules positives simples/doubles ont été entrepris en utilisant ces seuils.

L'imagerie par microscopie à rayons X (XRM) a été utilisée sur des souris C57BL/6 (normales et OVX) pour évaluer la structure osseuse et la formation de callosités dans la zone de la lésion. Les tibias (y compris les tissus mous et les muscles) ont été prélevés et fixés dans du formol tamponné neutre (NBF) à 10 % pendant 24 h. Après 24 h, tous les tissus mous et les muscles ont été retirés de l'os. Les échantillons ont été placés dans de l'alcool à 70 % jusqu'à l'imagerie XRM. Pour préparer les échantillons pour XRM, le tibia a été retiré de l'alcool et fixé à l'aide de mousse dans un support vertical. PBS a été utilisé pour assurer l'hydratation pendant l'imagerie. Trois fantômes d'étalonnage osseux en hydroxyapatite de calcium (CHA) (densités 50, 1000 et 1200 mg/cm3) ont été placés au-dessus d'une fine couche de mousse pour s'asseoir au ras et fixés au support à l'aide de ruban adhésif. Des balayages XRM à faible énergie (tension de 40 kVp, puissance de 3 W) ont été effectués à l'aide d'un objectif 4 ×. Le temps d'exposition de chaque projection était de 3 s et 2001 projections ont été collectées par rotation. Les images ont été reconstruites à une taille de voxel isotrope de 4,9 μm. Les données brutes obtenues à partir de l'analyse XRM ont été traitées à l'aide du logiciel Amira et de scripts SimpleITK personnalisés (v0.10.0, http://www.simpleitk.org/)21. Toutes les tranches contenant le défaut du trou de bavure ont été segmentées, y compris la zone jusqu'à l'endroit où l'os cortical se termine et tous les cals osseux nouvellement formés s'étendant à partir du site du défaut (Fig. S3 supplémentaire). Les régions d'intérêt (ROI) ont été placées dans les fantômes d'étalonnage CHA en évitant les artefacts de bord à l'aide d'ITK-SNAP (v3.8.0, http://www.itksnap.org/)22. L'atténuation linéaire moyenne a été calculée dans chaque ROI et une équation d'étalonnage linéaire a été ajustée pour étalonner les images XRM. Pour tous les étalonnages, R2 > 99 %. Un seuil de densité de 800 mg/cm3 a été utilisé pour segmenter le tissu entièrement minéralisé. La fracture du volume osseux du cal (BV/TV) a été calculée comme le nombre de voxels entièrement minéralisés dans la segmentation du cal divisé par le nombre total de voxels dans la segmentation du cal. La densité minérale osseuse du cal (DMO) a été calculée comme la densité moyenne à l'intérieur de la segmentation du cal. Les rendus de cals ont été générés à l'aide du logiciel ParaView (5.7.0). Trois filtres ont été appliqués : (1) Seuil—au minimum de 0,5, (2) Extraire la surface et (3) Lisser—à 400 itérations.

Toutes les données ont été analysées à l'aide de GraphPad Prism 9. Tous les ensembles de données contenant plus de deux groupes expérimentaux ont été analysés à l'aide d'une analyse de variance unidirectionnelle (ANOVA) avec un intervalle de confiance à 95 % (α = 0,05) avec un test post-hoc LSD de Fisher. . Les ensembles de données contenant seulement deux groupes ont été analysés à l'aide d'un test t paramétrique non apparié bilatéral avec un intervalle de confiance à 95 % (α = 0,05).

Pour valider que les iPSC modifiés conservaient la capacité de se différencier dans les trois couches germinales, une analyse de tératome a été effectuée et des tissus dérivés des trois couches germinales, y compris l'os, ont été observés (Fig. S4 supplémentaire).

Des échafaudages de collagène I avec des iPSC ont été collectés pendant 21 jours de différenciation in vitro et testés pour l'expression des marqueurs ostéogéniques Sp7, Bglap et Ibsp ; les marqueurs chondrogéniques Sox9 et Col2a1 ; marqueurs pluripotents Oct4 et Nanog (Fig. S4 supplémentaire). Les iPSC ensemencés dans un échafaudage de collagène I (à 100 000 cellules/100 μl) ont montré une expression accrue de Sp7 Bglap et Ibsp. L'expression de Sp7 a culminé au jour 1 de la différenciation par rapport à Bglap et Ibsp qui ont culminé aux jours 15 et 11 respectivement (Fig. S4 supplémentaire). Les marqueurs chondrogéniques n'ont pas été détectés pendant les 7 premiers jours de différenciation, puis l'expression de Sox9 et de Col2A1 a été observée, avec un pic aux jours 18 et 15 respectivement (Fig. S4 supplémentaire). Alors que l'expression de marqueurs pluripotents (Oct4 et Nanog) a été détectée dans des CSPi indifférenciés, aucun marqueur n'a été détecté au jour 7 de la différenciation (Fig. S4 supplémentaire). La viabilité des cellules dans l'échafaudage de collagène a également été examinée au cours de la période de différenciation à l'aide de la cytométrie en flux. Les iPSC indifférenciés étaient ~ 97 % viables au moment de leur ensemencement dans les échafaudages et cela a diminué à ~ 72 % après 5 jours dans l'échafaudage (point temporel de la transplantation). À la fin de la période de différenciation in vitro, environ 15 % des cellules étaient viables (Fig. S4 supplémentaire).

Avant d'examiner l'interaction des MPC endogènes avec les iPSC exogènes après la blessure, la localisation de la lignée tracée des MPC Hic1 + a été examinée dans l'os non lésé chez la souris 7 jours après l'induction du tamoxifène (Fig. S5 supplémentaire). Dans l'os non lésé, les MPC étaient localisées sur les surfaces osseuses (périostées et endo-osseuses). Dans l'os cortical, il y avait peu de MPC Hic1+ et seule une petite fracture de celles-ci exprimait la BSP. Cependant, dans la cavité médullaire, il y a eu une augmentation de la population Hic1+ avec env. 10% de ces cellules expriment la sialoprotéine osseuse (BSP) et env. 20% exprimant Ki67 (Fig. S5A – F supplémentaire).

À 3 (Fig. 1) et 7 (Fig. 2) jours post-traumatique sans traitement ; les MPC tracées par lignée ont été enrichies dans la région corticale de la blessure aux deux moments et dans la cavité de la moelle osseuse au jour 7 (Figs. 1, 2). La co-localisation de tdTomato et de BPS dans la cavité médullaire, les surfaces osseuses endo-osseuses adjacentes et le site de la lésion avec l'os cortical a été observée aux deux moments (Figs. 1, 2D – F, J). Alors qu'une prolifération cellulaire minimale (Ki67) a été observée dans le site de la blessure au jour 3, une coloration robuste de Ki67 a été observée sur tout le site de la blessure, y compris la cavité de la moelle osseuse au jour 7 (Figs. 1, 2G – I). À 3 jours après la blessure, seule une proportion mineure de cellules positives pour tdTomato exprimaient également Ki67 (Fig. 1G – I, K), avec une augmentation spectaculaire des cellules double positives tdTomato et Ki67 observées au jour 7 après la blessure (Fig. 2G –I,K).

Traçage de la lignée des MPC à 3 jours après la blessure sans intervention. La localisation des MPC tracés de la lignée Hic1+ (tdTomato D–I), BSP (D–F) et Ki67 (G–I) est présentée. Une image représentative de la safranine O montre la présence d'une coloration au protéoglycane dans le site de la blessure (A–C). Barres d'échelle dans (A, D, G) = 200 µm, barres d'échelle dans les chiffres restants = 100 µm. Portes de cytométrie tissulaire représentatives des mêmes groupes (J, K).

Traçage de la lignée des MPC à 7 jours après la blessure sans intervention. La localisation des MPC tracés de la lignée Hic1+ (tdTomato D–I), BSP (D–F) et Ki67 (G–I) est présentée. Une image représentative de la safranine O montre la présence d'une coloration au protéoglycane dans le site de la blessure (A–C). Barres d'échelle dans (A, D, G) = 200 µm, barres d'échelle dans les chiffres restants = 100 µm. Portes de cytométrie tissulaire représentatives des mêmes groupes (J, K).

Lorsque la blessure a été traitée avec des échafaudages de collagène I seuls (pas d'iPSC) (Figs. 3, 4A – C), des MPC tracées par lignée ont été observées dans le site de la blessure corticale, la cavité médullaire et les surfaces endostiques ainsi que la surface périostée de l'os à les jours 3 et 7 après la blessure (Figs. 3, 4D–F). Une coloration BSP robuste a été observée sur tout le site de la lésion corticale et dans la cavité de la moelle osseuse aux deux moments (Figs. 3, 4D – F). Alors que peu de cellules Ki67 + ont été observées dans le site de la lésion corticale à chaque instant, des cellules Ki67 + ont été observées dans la cavité médullaire 3 jours après la lésion avec une réduction apparente des cellules positives au jour 7 après la lésion (Figs. 3, 4G – I ). 3 et 7 jours après la lésion, environ 40 à 50 % des cellules Hic1+ exprimaient également la BSP et environ 20 % de cette population tracée de la lignée Hic1 proliférative dans le site de la lésion corticale (Figs. 3, 4J, K). Dans la cavité de la moelle osseuse, environ 25 % des cellules Hic1 + exprimaient également la BSP et environ 10 % de cette population tracée de la lignée Hic1 étaient prolifératives 3 jours après la lésion dans le site de la lésion corticale (Fig. 3J, K). 7 jours après la blessure (Fig. 4A – C), presque toutes les cellules Hic1 + exprimaient également BSP et ~ 60% de cette population cellulaire exprimaient également Ki67 (Fig. 4J, K).

Traçage de la lignée des MPC à 3 jours après la blessure avec implantation d'échafaudages de collagène. La localisation des MPC tracés de la lignée Hic1+ (tdTomato D–I), BSP (D–F) et Ki67 (G–I) est présentée. Une image représentative de la safranine O montre la présence d'une coloration au protéoglycane dans le site de la blessure (A–C). Barres d'échelle dans (A, D, G) = 200 µm, barres d'échelle dans les chiffres restants = 100 µm. Portes de cytométrie tissulaire représentatives des mêmes groupes (J, K).

Traçage de la lignée des MPC à 7 jours après la blessure avec implantation d'échafaudages de collagène. La localisation des MPC tracés de la lignée Hic1+ (tdTomato D–I), BSP (D–F) et Ki67 (G–I) est présentée. Une image représentative de la safranine O montre la présence d'une coloration au protéoglycane dans le site de la blessure (A–C). Barres d'échelle dans (A, D, G) = 200 µm, barres d'échelle dans les chiffres restants = 100 µm. Portes de cytométrie tissulaire représentatives des mêmes groupes (J, K).

Lorsque des gels de collagène ont été chargés d'iPSC et implantés sur le site de la lésion, une expression robuste de la GFP a été observée sur le site de la lésion corticale ainsi que dans la cavité médullaire 3 jours après la lésion (Fig. 5A – I). Une coloration BSP a été observée tout au long de la lésion. toute la zone de blessure et co-localisée avec les cellules positives GFP (iPSC) et tdTomato (MPC tracées par lignée) (Fig. 5D – F, J). Contrairement aux blessures non traitées et traitées au collagène I seul, une coloration minime de Ki67 a été observée dans les régions de la cavité corticale ou médullaire avec peu ou pas de co-expression dans les cellules GFP ou tdTomato positives (Fig. 5G – I, K). 7 jours après la blessure (Fig. 6A – I), la coloration GFP était encore observée sur tout le site de la blessure, mais enrichie dans la cavité de la moelle osseuse par rapport au site de la blessure corticale. Peu ou pas de cellules tdTomato ont été observées. Une coloration BSP a également été observée tout au long de la blessure et une co-localisation avec le signal GFP a été détectée (Fig. 6D – F, J). Une expression minimale de Ki67 a été détectée et seules quelques cellules GFP ou tdTomato ont exprimé Ki67 (Fig. 6G – I, K).

Traçage de la lignée des MPC dans les blessures traitées avec des CSPi dans des échafaudages de collagène I à 3 jours après la blessure. Des échafaudages de collagène I contenant 100 000 CSPi ont été injectés dans les blessures et les animaux ont été sacrifiés 3 jours après le traitement (A, B). La localisation des iPSC (GFP) et des MPC tracés de la lignée Hic1 + (tdTomato) a été examinée par rapport à la coloration BSP (D – F) ou Ki67 (G – I). Barres d'échelle en (A, D, G) = 200 µm, barres d'échelle dans les chiffres restants = 100 µm. Portes de cytométrie tissulaire représentatives des mêmes groupes (J, K).

Traçage de la lignée des MPC dans les blessures traitées avec des CSPi dans des échafaudages de collagène I à 7 jours après la blessure. Des échafaudages de collagène I contenant 100 000 CSPi ont été injectés dans les blessures et les animaux ont été sacrifiés 7 jours après le traitement (A, B). La localisation des iPSC (GFP) et des MPC tracés de la lignée Hic1 + (tdTomato) a été examinée par rapport à la coloration BSP (D – F) ou Ki67 (G – I). Barres d'échelle en (A, D, G) = 200 µm, barres d'échelle dans les chiffres restants = 100 µm. Portes de cytométrie tissulaire représentatives des mêmes groupes (J, K).

Les marqueurs cellulaires utilisés dans l'étude ont été quantifiés pour déterminer si le nombre ou le sort des populations de progéniteurs endogènes (MPC) a changé après la lésion dans la zone de lésion corticale et / ou la cavité médullaire avec ou sans l'ajout d'iPSC exogènes (Fig. S6). Chez les témoins non traités, nous avons observé une augmentation du nombre de cellules, MPC (tdTomato), MPC proliférantes (tdTomato+Ki67+) et MPC prenant un devenir ostéoblastique (tdTomato+BSP+) du jour 3 au jour 7 post-lésion dans la corticale. et les régions de la cavité médullaire (Fig. S6A, B supplémentaire). Lorsque les échafaudages de collagène I ont été introduits, il semblait y avoir un biais en faveur de la différenciation par rapport à la prolifération, car moins de cellules tdTomato + Ki67 + étaient observées, mais il y avait toujours une augmentation des cellules tdTomato + BSP + dans le site de la blessure (Fig. S6C, D supplémentaire). Avec l'ajout d'iPSC exogènes dans l'échafaudage de collagène I, la prolifération cellulaire dans l'ensemble du site de la blessure a été atténuée, tandis que des cellules positives au BSP étaient encore observées. Cependant, il semble que la majorité de ces cellules BSP positives soient dérivées des iPSC exogènes avec une faible contribution à la population BSP + des MPC endogènes (Fig. S6E, F supplémentaires).

Pour mieux comprendre comment les MPC endogènes réagissent aux blessures dans des conditions non homéostatiques, la blessure du trou de bavure a été induite chez des souris ostéopéniques/porotiques (post-OVX). L'immunofluorescence a été utilisée pour identifier l'emplacement des MPC tracées par la lignée 7 jours après la blessure. Les MPC tracées de la lignée ont été observées dans l'os cortical et la cavité de la moelle osseuse avec une coloration également observée sur les surfaces osseuses (périostée et endostée). La co-localisation de tdTomato avec BSP et Ki67 a été observée dans la cavité médullaire et la co-localisation de tdTomato avec BSP a également été observée dans l'os cortical. Cependant, une expression ou une co-localisation minimale de Ki67 avec tdTomato a été observée dans l'os cortical (Fig. S7A – H supplémentaire).

7 jours après la blessure et 14 jours après l'OVX (en l'absence d'échafaudages de collagène I ± iPSC), des MPC tracées par lignée ont été observées dans le site de la lésion osseuse corticale en plus de la cavité de la moelle osseuse (Fig. 7A – I). La co-localisation de tdTomato avec BSP ou Ki67 a été observée sur tout le site de la blessure (Fig. 7A–K).

Traçage de la lignée des MPC chez les souris OVX à 7 jours après la blessure sans intervention. La localisation des MPC tracés de la lignée Hic1+ (tdTomato D–I), BSP (D–F) et Ki67 (G–I) est présentée. Une image représentative de la safranine O montre la présence d'une coloration au protéoglycane dans le site de la blessure (A–C). Barres d'échelle dans (A, D, G) = 200 µm, barres d'échelle dans les chiffres restants = 100 µm. Portes de cytométrie tissulaire représentatives des mêmes groupes (J, K).

Lorsque des souris OVX ont été traitées avec des échafaudages de collagène I seuls (pas d'iPSC) (Fig. 8)), une expression robuste de tdTomato a été observée sur tout le site de la blessure (Fig. 8A – I). La BSP a également été observée sur l'ensemble du site de la lésion avec une coloration intense observée à la fois dans les régions de la cavité corticale et médullaire (Fig. 8A – F). Alors que la coloration Ki67 + a également été observée sur tout le site de la lésion, la coloration a été enrichie dans la zone de la lésion corticale (Fig. 8G – I). La co-localisation de tdTomato avec BSP et Ki67 a été observée dans les régions de la cavité corticale et médullaire (Fig. 8J – K).

Traçage de la lignée des MPC chez les souris OVX à 7 jours après la blessure avec implantation d'échafaudages de collagène. La localisation des MPC tracés de la lignée Hic1+ (tdTomato D–I), BSP (D–F) et Ki67 (G–I) est présentée. Une image représentative de la safranine O montre la présence d'une coloration au protéoglycane dans le site de la blessure (A–C). Barres d'échelle dans (A, D, G) = 200 µm, barres d'échelle dans les chiffres restants = 100 µm. Portes de cytométrie tissulaire représentatives des mêmes groupes (J, K).

Lorsque des échafaudages de collagène ont été chargés d'iPSC et implantés dans le site de la lésion, l'expression de la GFP a été observée à la fois dans la zone de lésion corticale et dans la cavité médullaire (Fig. 9A – I). Semblable à l'injection d'iPSC dans les blessures de souris intactes, peu ou pas de coloration tdTomato a été observée. Pourtant, la coloration BSP était toujours observée sur tout le site de la blessure et co-localisée avec l'expression de GFP (iPSC) (Fig. 9J). Peu ou pas de coloration de Ki67 a été observée sur le site de la lésion (régions de la cavité corticale ou médullaire) et une co-localisation minimale de Ki67 a été observée avec l'expression de GFP (Fig. 9G – I, K).

Traçage de la lignée des MPC chez les souris OVX traitées avec des CSPi dans des échafaudages de collagène I 7 jours après la blessure. Des échafaudages de collagène I contenant 100 000 CSPi ont été injectés dans des blessures chez des animaux sacrifiés 7 jours après le traitement (A, B). La localisation des iPSC (GFP) et des MPC tracés de la lignée Hic1 + (tdTomato) a été examinée par rapport à la coloration BSP (D – F) ou Ki67 (G – I). Barres d'échelle en (A, D, G) = 200 µm, barres d'échelle dans les chiffres restants = 100 µm. Portes de cytométrie tissulaire représentatives des mêmes groupes (J, K).

Les marqueurs cellulaires utilisés dans l'étude ont été quantifiés chez des souris OVX (Fig. S8 supplémentaire). Dans les blessures non traitées, il y a eu une augmentation de tous les types de cellules examinés par rapport au témoin non blessé dans les régions de la cavité corticale et médullaire (Fig. S8A, B supplémentaire). Avec l'ajout de l'échafaudage de collagène (seul), il y a eu une perte presque complète de cellules prolifératives (y compris les MPC prolifératives), avec une augmentation simultanée des MPC qui ont pris un destin ostéoblastique (tdTomato + BSP +) (Fig. S8C, D supplémentaire) . Lorsque les iPSC ont été introduits dans le site de la lésion, la prolifération a de nouveau été inhibée et les cellules BSP + dans les régions de la cavité corticale et médullaire étaient principalement dérivées des iPSC exogènes (Fig. S8E, F supplémentaires).

Pour examiner si la perte de l'homéostasie osseuse (OVX) avait un impact sur le comportement des populations souches/progénitrices endogènes et/ou exogènes, les marqueurs cellulaires utilisés dans l'étude ont été quantifiés (Fig. 10). Un certain nombre de différences significatives ont été observées dans les groupes de traitement non blessés et blessés. Dans l'os non lésé, il y avait une diminution du nombre total de cellules (DAPI +) dans l'os cortical en plus d'une diminution des cellules prolifératives dans l'os post-OVX (Fig. 10A). Dans la cavité médullaire de l'os OVX non lésé, il y avait une diminution du nombre de cellules exprimant la BSP et de MPC tracées par la lignée exprimant la BSP (tdTomato + BSP +) (Fig. 10B) Dans les blessures non traitées, la seule différence dans la zone corticale était une augmentation du nombre de cellules BSP+ chez les souris OVX (Fig. 10C). Dans la cavité médullaire de ces souris OVX, il y avait une diminution des MPC, des cellules BSP + et des MPC tracées par la lignée exprimant la BSP (figure 10D). Il n'y avait aucune différence de prolifération chez les souris non traitées.

Quantification des populations de cellules dans le site de la blessure des souris intactes vs OVX. Les données de cytométrie tissulaire ont été quantifiées et les résultats examinés statistiquement. Le nombre de populations de cellules DAPI+, tdTomato+, BSP+, Ki67+, tdTomato+BSP+, tdTomato+Ki67, GFP+ iPSC, GFP+Ki67+ GFP+BSP+ a été quantifié dans des cellules non lésées (A, B) non traitées (C, D), échafaudage de collagène (E ,F) et échafaudage de collagène plus groupes de traitement iPSC (G,H). ns = non significatif. *p < 0,05.

Lorsque les échafaudages de collagène I ont été implantés dans le site de la blessure, il y a eu une augmentation spectaculaire de la quantité de MPC, de cellules BSP + et de MPC exprimant la BSP dans le site de la blessure corticale des souris OVX (Fig. 10E). Fait intéressant, il y a eu une diminution du nombre de cellules prolifératives dans la région corticale et une augmentation des cellules prolifératives dans la cavité médullaire des souris OVX (Fig. 10E, F). Les différences les plus frappantes entre les souris intactes et les souris OVX ayant reçu des CSPi se trouvaient dans la cavité médullaire où il y avait une diminution spectaculaire du nombre total de cellules et de cellules BSP+ chez les souris ayant subi une OVX (Fig. 10H).

Les paramètres osseux de la microscopie à rayons X ont été quantifiés pour déterminer le volume d'os nouveau remplissant le site du défaut et la qualité de l'os formé. La fraction volumique osseuse (BV / TV) et la densité minérale osseuse (DMO) ont été calculées et quantifiées chez toutes les souris (Fig. S9 supplémentaire). Il y avait une diminution significative de BV / TV à 3 jours après la blessure, suivie d'une augmentation significative au jour 7. La même tendance a été observée en présence de l'échafaudage de collagène (Fig. S9A supplémentaire). Lorsque les iPSC ont été introduits, une réduction spectaculaire de BV / TV a été observée aux jours 3 et 7 après la blessure (Fig. S9A supplémentaire). Les mêmes tendances ont été observées dans la DMO pour les souris, les groupes de traitement et les points de temps (Fig. S9C supplémentaire). Lorsque des souris intactes et des souris OVX ont été comparées, une diminution de la BV / TV et de la DMO dans l'os OVX non blessé a été observée comme prévu (Fig. S9B, D supplémentaire). Aucune différence n'a été observée dans les groupes d'échafaudage non traité et de collagène I seul en termes de BV / TV, mais les deux groupes ont montré une diminution de la DMO chez les souris OVX (Fig. S9B, D supplémentaire). Une augmentation significative de BV / TV a été observée chez les souris OVX traitées avec des CSPi par rapport aux souris intactes, mais les valeurs de DMO chez les souris ont montré l'effet inverse (Fig. S9B, D supplémentaire).

Cette étude a été entreprise pour mieux comprendre les interactions entre les cellules souches/progénitrices endogènes et exogènes au cours de la cicatrisation osseuse. En utilisant un modèle hautement reproductible de lésion osseuse (par exemple, un trou de bavure) chez des souris intactes/normales et ostéoporotiques/ostéopéniques (OVX), nous avons pu démontrer qu'il existe une inhibition partielle du recrutement/de la fonction MPC endogène lorsque des CSPi exogènes sont livrés. À notre connaissance, c'est la première fois que cet effet est démontré et cette observation nécessite une enquête plus approfondie pour déterminer si la modification du mode de délivrance et/ou du dosage des cellules exogènes peut atténuer cette inhibition et/ou éventuellement entraîner une synergie entre les cellules endogènes. et les populations exogènes.

Bien qu'il soit important de reconnaître que la conception de notre étude n'a pas été entreprise pour optimiser / améliorer la cicatrisation des fractures avec les CSPi, nous avons pu démontrer que l'administration de CSPi dans un échafaudage de collagène I ostéogénique modifié a entraîné une amélioration de la cicatrisation des fractures dans un modèle de souris altérée de l'homéostasie osseuse (OVX). Ces résultats s'alignent sur les études précédemment publiées de notre laboratoire14 et d'autres23 qui montrent que les cellules souches pluripotentes (souris ou humaines) peuvent faciliter la réparation des fractures dans les modèles altérés. Chez les souris normales, la fracture du trou de bavure non traitée s'est remplie d'os très rapidement, comme prévu7,12,24,25,26. Il était cependant intéressant de constater que le traitement avec un échafaudage de collagène I avec ou sans CSPi chez une souris intacte altérait le processus de guérison normal et entraînait des mesures de résultats équivalentes ou inférieures. Une explication potentielle de cela dans la présence physique de l'échafaudage dense qui peut avoir entravé le recrutement cellulaire et/ou le remodelage sur le site de la blessure. Outre l'interférence physique du collagène, il est tout à fait possible que le recrutement d'autres progéniteurs ostéo-chondraux ait été altéré en présence de CSPi et/ou d'autres populations cellulaires nécessaires à la réparation/homéostasie osseuse normale (comme les ostéoclastes). De plus, dans ces blessures traitées par iPSC, l'os formé dans le site de la blessure présentait une morphologie immature dépourvue de structure trabéculée définie par rapport aux autres groupes de traitement. Pourtant, nous ne pouvons pas être sûrs que les iPSC eux-mêmes ont directement contribué à ce phénotype osseux immature, ou ont simplement retardé le processus de guérison naturel chez ces souris. Outre une diminution de la lignée des MPC tracés dans les défauts qui ont reçu des iPSC, nous avons également observé une coloration minimale de BSP et de Ki67 dans la population de MPC par rapport aux autres groupes de traitement (y compris le collagène seul). Cela suggère que ce sont les CSPi qui ont modifié le comportement des progéniteurs endogènes, inhibant efficacement leur capacité de différenciation proliférative et ostéogénique dans cet environnement de blessure, ce qui a probablement compromis leur capacité à guérir efficacement le défaut de trou de bavure. En résumé, ces défauts de trous de bavure traités avec des CSPi formaient moins d'os que les groupes témoins non traités et traités au collagène, ce qui semblait être une fonction de moins de MPC, d'ostéo-progéniteurs/ostéoblastes engagés (BSP+) et de cellules proliférantes en général (Ki67+). Ce résultat est assez intéressant, car il a déjà été démontré que les CSPi transplantées ont la capacité d'augmenter la prolifération des cellules endogènes pour effectuer la réparation27,28. Une étude spécifiquement conçue pour répondre directement à cette observation devrait être entreprise pour déterminer pourquoi cela ne se produit pas pendant le processus normal de réparation des lésions osseuses.

Comprendre les implications de l'utilisation des CSPi dans le processus de cicatrisation osseuse est essentiel pour développer à l'avenir des thérapies fondées sur des preuves. Cependant, il est également essentiel de déterminer comment ces cellules interagissent avec les populations endogènes dans un modèle altéré de cicatrisation des fractures osseuses (OVX); car cet environnement imite mieux la situation clinique dans laquelle ces types de thérapies seraient employés. L'échafaudage de collagène I plus le groupe traité par iPSC a démontré une augmentation de BV/TV par rapport aux témoins non traités, mais n'a montré aucune différence dans la DMO totale. Par conséquent, il semblerait que le traitement avec les CSPi ait été plus efficace pour former de l'os nouveau dans un modèle de cicatrisation osseuse altéré. Cela peut suggérer qu'une interaction ostéoclaste-iPSC se produit chez les souris intactes qui inhibe également la réponse de réparation naturelle et que cette interaction est interrompue dans le modèle OVX. Il est également possible que les iPSC transplantés prennent un destin ostéoclastique car il a été observé que les lignées ostéoblastiques/ostéoclastiques des iPSC sont plus plastiques dans les iPSC23. Une autre observation intéressante était que chez les souris OVX traitées avec l'échafaudage de collagène dépourvu de cellules présentées avec très peu de régénération osseuse (moins de BV/TV par rapport aux iPSC) et l'os qui était présent semblait être moins mature et manquait de trabéculation définie. En outre, l'ensemble du site de la lésion chez ces souris s'est coloré intensément positif pour le BSP. Nous avons confirmé que ce n'était pas une conséquence de la liaison d'anticorps secondaire non spécifique. Cela suggère que le signal BSP pourrait provenir d'autres sources dans l'os ou de manière systémique. Il est bien documenté que la BSP est présente dans le sang et que ces niveaux peuvent être élevés en raison de maladies29,30 telles que l'ostéoporose31,32. Par conséquent, il est possible que l'échafaudage de collagène I agisse à lui seul comme un «puits» pour l'augmentation des niveaux systémiques de BSP en raison de l'OVX, mais on ne sait pas pourquoi nous n'aurions pas observé cela dans le groupe de traitement iPSC, à moins que le systémique les niveaux de BSP ont été diminués dans ce groupe. L'analyse ELISA du sérum éclairerait cette hypothèse.

Comme pour toute étude de recherche scientifique, des limites existent dans la présente étude. Bien qu'il ait été démontré que Hic1 est un marqueur robuste des MPC15,16,17, en examinant uniquement les cellules exprimant Hic1, nous n'avons probablement pas pris en compte toutes les sous-populations de MPC présentes chez la souris adulte. Par exemple, il serait intéressant de déterminer si la lignée Prx133 affiche le même comportement lors de la réparation de facture avec ou sans iPSC. Une autre limitation / confusion potentielle est le point temporel du jour 7 qui a été sélectionné sur la base de découvertes antérieures selon lesquelles l'os trabéculaire se forme dans la cavité médullaire une semaine après la chirurgie du trou de bavure chez les souris normales et OVX14. Pour développer une compréhension plus complète de la cicatrisation des fractures osseuses sur le site de la blessure, il serait utile d'évaluer les moments ultérieurs et/ou d'utiliser des modèles de fracture plus complexes34.

En conclusion, l'introduction de cellules souches pluripotentes induites (iPSC) dans une lésion osseuse chez des souris intactes a entraîné une inhibition de la réponse de réparation, mais a augmenté la quantité d'os formé chez des souris altérées (OVX). Plus précisément, l'introduction d'iPSC dans le site de la blessure chez des souris intactes a entraîné une diminution de la formation osseuse, une réduction du recrutement, de la prolifération et de la différenciation des MPC endogènes. De plus, la cicatrisation osseuse observée chez les souris OVX traitées avec des iPSC n'était pas le résultat d'un recrutement accru ou d'une différenciation ostéogénique des MPC endogènes, mais probablement de la différenciation de ces iPSC en ostéoblastes. Des recherches supplémentaires sont nécessaires pour mieux élucider les mécanismes directs et indirects par lesquels les CSPi participent à la cicatrisation osseuse afin qu'ils puissent être utilisés en toute sécurité dans une thérapie fondée sur des preuves pour le traitement des fractures osseuses difficiles à guérir.

Les données à l'appui des conclusions de cette étude sont disponibles auprès de l'auteur correspondant sur demande raisonnable.

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Leah Ferrie a reçu une bourse d'études d'Ostéoporose Canada. Priyatha Premnath a été soutenue par une bourse Alberta Innovates Health Solutions. Alexandra Olsen a bénéficié d'une bourse du CRSNG. Roman Krawetz est soutenu par une chaire de recherche du Canada de niveau 2. Ce travail est soutenu par des subventions du CRSNG et des IRSC. Nous tenons à remercier le personnel de l'ARC de la Cumming School of Medicine pour son aide en matière d'élevage d'animaux; et Kent Paulson pour son aide lors des tests biomécaniques.

Institut McCaig pour la santé des os et des articulations, Université de Calgary, Calgary, AB, Canada

Leah Ferrie, Priyatha Premnath, Alexandra Olsen, Leila Larijani, Bryce A. Besler, Derrick E. Rancourt, Neil A. Duncan et Roman J. Krawetz

Programme d'études supérieures en génie biomédical, Université de Calgary, Calgary, AB, Canada

Leah Ferrie, Alexandra Olsen, Bryce A. Besler, Derrick E. Rancourt, Neil A. Duncan et Roman J. Krawetz

Collège d'ingénierie et de sciences appliquées, Université du Wisconsin Milwaukee, Milwaukee, WI, États-Unis

Priyatha Premnath

Département de biochimie et de biologie moléculaire, École de médecine Cumming, Université de Calgary, Calgary, AB, Canada

Leila Larijani & Derrick E. Rancourt

Département de génie civil, Schulich School of Engineering, Université de Calgary, Calgary, AB, Canada

Neil A.Duncan

Département des sciences cellulaires et physiologiques, Université de la Colombie-Britannique, Vancouver, BC, Canada

T.Michael Underhill

Département de biologie cellulaire et d'anatomie, École de médecine Cumming, Université de Calgary, Calgary, AB, Canada

Roman J. Krawetz

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Conception et design : LF, PP, RJK Analyse et interprétation des données : LF, AO, BAB, RJK Rédaction de l'article : LF Révision critique de l'article pour contenu intellectuel important : LF, PP, AO, LL, BAB, DER , NAD, TMU, RJK Approbation finale de l'article : LF, PP, AO, LL, BAB, DER, NAD, TMU, RJK Mise à disposition des supports d'étude : DER, TMU, RJK Obtention du financement : RJK Collecte et assemblage des données : LF, AO, RJK

Correspondance avec Roman J. Krawetz.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

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Réimpressions et autorisations

Ferrie, L., Premnath, P., Olsen, A. et al. Les iPSC délivrés de manière exogène perturbent la réponse de réparation naturelle des MPC endogènes après une lésion osseuse. Sci Rep 13, 9378 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-36609-z

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Reçu : 07 juillet 2022

Accepté : 07 juin 2023

Publié: 09 juin 2023

DOI : https://doi.org/10.1038/s41598-023-36609-z

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